Western免疫印跡（WesternBlot）是將蛋白質轉移到膜上，然後利用抗體進行檢測。對已知表達蛋白，可用相應抗體作為一抗進行檢測，對新基因的表達產物，可通過融合部分的抗體檢測。
基本介紹
- 中文名：Western免疫印跡
- 外文名：WesternBlot
- 套用：抗體檢測
- 領域：生物學
原理,分類,主要試劑,主要步驟,常見問題,參考書推薦,針對樣品的常見問題,抗體,濾紙、膠和膜的問題,Marker的相關疑問,染色的選擇,參照的疑問,常見問題,條件的摸索,方法的介紹,結果分析,
原理
與Southern或Northern雜交方法類似，但WesternBlot採用的是聚丙烯醯胺凝膠電泳，被檢測物是蛋白質，“探針”是抗體，“顯色”用標記的二抗。經過PAGE分離的蛋白質樣品，轉移到固相載體（例如硝酸纖維素薄膜）上，固相載體以非共價鍵形式吸附蛋白質，且能保持電泳分離的多肽類型及其生物學活性不變。以固相載體上的蛋白質或多肽作為抗原，與對應的抗體起免疫反應，再與酶或同位素標記的第二抗體起反應，經過底物顯色或放射自顯影以檢測電泳分離的特異性目的基因表達的蛋白成分。該技術也廣泛套用於檢測蛋白水平的表達。
分類
western顯色的方法主要有以下幾種：
i.放射自顯影
ii.底物化學發光ECL
iii.底物螢光ECF
iv.底物DAB呈色
現常用的有底物化學發光ECL和底物DAB呈色，體同水平和實驗條件的是用第一種方法，目前發表文章通常是用底物化學發光ECL。只要買現成的試劑盒就行，操作也比較簡單，原理如下（二抗用HRP標記）：反應底物為過氧化物+魯米諾，如遇到HRP，即發光，可使膠片曝光，就可洗出條帶。
主要試劑
1、丙烯醯胺和N，N’-亞甲雙丙烯醯胺，應以溫熱(以利於溶解雙丙稀醯胺)的去離子水配製含有29%(w/v)丙稀醯胺和1%(w/v)N，N’-亞甲雙丙烯醯胺儲存液丙稀醯胺29g，N，N-亞甲叉雙丙稀醯胺1g，加H2O至100ml。)儲於棕色瓶，4℃避光保存。嚴格核實PH不得超過7.0，因可以發生脫氨基反應是光催化或鹼催化的。使用期不得超過兩個月，隔幾個月須重新配製。如有沉澱，可以過濾。
2、十二烷基硫酸鈉SDS溶液:10%(w/v)0.1gSDS，1mlH2O去離子水配製，室溫保存。
3、分離膠緩衝液:1.5mmol/LTris-HCL(pH8.8):18.15gTris和48ml1mol/LHCL混合，加水稀釋到100ml終體積。過濾後40C保存。
4、濃縮膠緩衝液:0.5mmol/LTris-HCL(pH6.8):6.05gTris溶於40mlH2O中，用約48ml1mol/LHCL調至pH6.8加水稀釋到100ml終體積。過濾後40C保存。這兩種緩衝液必須使用Tris鹼製備，再用HCL調節PH值，而不用Tris-CL。
7、Tris-甘氨酸電泳緩衝液:30.3gTris，188g甘氨酸，10gSDS，用蒸餾水溶解至1000ml，得0.25mol/LTris-1.92mol/L甘氨酸電極緩衝液。臨用前稀釋10倍。
9、麗春紅染液儲存液：麗春紅S2g三氯乙酸30g磺基水楊酸30g加水至100ml用時上述儲存液稀釋10倍即成麗春紅S使用液。使用後應予以廢棄。
10、脫脂奶粉5%(w/v)。
11、NaN30.02%疊氮鈉(有毒，戴手套操作)，溶於磷酸緩衝鹽溶液(PBS)。
12、Tris緩衝鹽溶液(TBS):20mmol/LTris/HCL(pH7.5)，500mmol/LnaCl。
13、Tween20(15)鼠抗人-MMP-9(16)鼠抗人-TIMP-1。
14、過氧化物酶標記的第二抗體。
15、NBT(溶於70%二甲基甲醯胺，75mg/ml)。
16、BCIP(溶於100%二甲基甲醯胺，50mg/ml)。
17、100mmol/LTris-HCL(pH9.5)。
18、100mmol/LNaCl。
19、50mmol/LTris-HCL(pH7.5)，5mmol/LEDTA。
（可以參看分子克隆）
主要步驟
網際網路上幾乎可以蒐集到所有WesternBlot的中英文資料，僅供實驗參考，可以根據自己實驗的實際情況進行調整。
常見問題
根據問題的類型主要分成以下幾類（以下資料權作參考，請勿盲目模仿！）：
參考書推薦
A.對初學者看什麼資料比較好？
解答：《抗體技術實驗指南》和Antibodies（alaboratorymanual，wrotebyEdHarlow，davidlane）兩本書不錯。
針對樣品的常見問題
B.做線粒體膜UCP2蛋白的WesternBlot（以下簡寫成WesternBlot），提取線粒體後凍存（未加蛋白酶抑制劑），用的博士德的一抗，開始還有點痕跡，現在越來越差，上樣量已加到120μg，換了個santacloz的一抗仍不行。是什麼原因？蛋白酶抑制劑單加PMSF行嗎？
解答：懷疑是樣品問題，可能是：1，樣品不能反覆凍融；2，樣品未加蛋白酶抑制劑。同時，建議檢查WesternBlot過程，提高一抗濃度。對於加蛋白酶抑制劑來說，一般加PMSF就可以了，最好能多加幾中種蛋白酶抑制劑。
C.細胞水平要做WesternBlot，多少細胞提的蛋白夠WesternBlot？
解答：一般地5*106就足夠了。
D.同一樣品能同時提RNA又提蛋白嗎，這樣對WesternBlot有無影響?
解答：能，沒有問題，我們做過。
E.同一蛋白樣品能同時進行兩種因子的WesternBlot檢測嗎？
解答：當然可以，有的甚至可以同時測幾十種樣品。
F.如果目標蛋白是膜蛋白或是胞漿蛋白，操作需要注意什麼？
解答：如果是膜蛋白和胞漿蛋白，所用的去垢劑就要溫和得多，這時最好加上NaF去抑制磷酸化酶的活性。
G.我的樣品的蛋白含量很低，每微升不到1微克，但是在轉膜時經常會發現只有一部分蛋白轉到了膜上，就是在轉膜後染膠發現有的孔所有的蛋白條帶都在，只是顏色變淡了，有什麼辦法可以解決？
解答：你可以加大上樣量，沒有問題，還有轉移時你可以用減少電流延長時間，多加5－10%甲醇。
解答：260kd的蛋白不好做，分離膠用6%，StackingGel3.5%。
I.如果上樣量超載，要用什麼方法來增加上樣量？如果需要加大上樣量使原來弱的條帶能看清楚。
解答：可以濃縮樣品，也可以根據你的目標分子量透析掉一部分小分子蛋白。一般地，超載30%是不會有問題的。如果已經超了不少了，而且小分子量的也要，可以考慮加大膠的厚度，可以試試1.5mm的comb。
J.蛋白變性後可以存放多久？
解答：－80℃，一兩年沒有問題。最關鍵兩條：不要被蛋白酶水解掉；不要被細菌消化掉(也是被酶水解了)。
K.我所測定的蛋白分子量是105KD，按理說分離膠應當採用7.5%，但我所查資料卻要求分離膠和濃縮膠均採用11%的配方，不知為何？
解答：上述您提到的兩種凝膠均可以使用，因為105KD的蛋白在上述兩種膠的線性分辨範圍內，但需注意條帶位置。
L.接下來我準備採用DAB顯色技術，二抗是生物素化的多克隆抗體，三抗是親和素生物素體系，不知採用這樣的方案後，封閉液是否要作調整，能否再用5%的脫脂奶粉呢？好像有資料說脫脂奶粉會影響親和素生物素的生成，是嗎？
解答：不能使用脫脂奶粉，因為脫脂奶粉中含生物素，用BSA代替應該好一點．
M.還有一問題，一般一次上樣的蛋白總量是多少，跟目的蛋白的表達量有關係嗎？
解答：WesternBlot一般上樣30－100微克不等，結果跟目的蛋白的豐度、上樣量、一二抗的量和撫育時間都有關係，也與顯色時間長短有關。開始摸條件時，為了拿到陽性結果，各個步驟都可以量多一點時間長一點，當然背景也就出來了。要拿到好的結果，如果抗體好的話比較容易，抗體不好的話就需要反覆地試了，當然有的不適合WesternBlot的怎樣做也不行。所以拿到好的結果不容易。
N.做組織樣品的western的時候，處理樣品有什麼訣竅嗎？還有，您用過大牛血清做封閉劑嗎？濃度如何？效果是不是比BSA好一點？
解答：必須進行研磨、勻漿、超聲處理，蛋白質溶解度會更好，離心要充分，膜蛋白需用更劇烈的方法抽提，低豐度膜蛋白可能還要分步抽提(超速離心)。還有一點就是組織中的蛋白酶活性更強，需要注意抑制蛋白酶的活性（加入PMSF和蛋白酶抑制劑cocktail），封閉劑一般5%脫脂奶粉較常用。如果一抗為多克隆抗體，使用BSA也是不錯的選擇。
O.您是否可以介紹一下大分子量蛋白200KD，在做western要注意什麼呢？
解答：做200kd蛋白的WesternBlot時要注意，分離膠最好選擇>7%的；剝膠時要小心；轉移時間需要相應延長；要做分子量參照（否則出現雜帶不知道如何分析）。
P.有什麼方法可以提高上樣量？
解答：可以濃縮樣品；增大上樣體積來增大上樣量。
解答：如是需要提取膜蛋白，（而不是只需要提取膜蛋白），可以用Ripabuffer提取膜蛋白和胞漿蛋白，用這個做WesternBlot就可以了。如果是非要只提取膜蛋白就要用到超速離心機。42kd不算大，也不算小，所以，可以按照一般的轉移方法實施。
R.蛋白的上樣量有沒有什麼具體的要求？
解答：上樣量要根據實驗的要求來定，如果要求是定量和半定量的WesternBlot則上樣量要均等，如果只是要定性，則沒有太大的關係，儘量多上就行了，但是不要超過0.3μg/mm2。
S.一抗，二抗的比例是否重要？
解答：比較重要，調整好一抗，二抗的比例，可以去掉部分非特異的本底。
抗體
T.做細胞信號傳導，要做磷酸化某因子WesternBlot，其二抗有何要求？
解答：對二抗無要求，要看你實驗條件來選擇，一般推薦用HRP標記的二抗。
U.同一公司的另外抗體用這個稀釋度做出來效果很好，所以沒做預試，怕費時間，用什麼樣的稀釋度比較好呢？我用的ELL+plus試劑盒顯色。轉膜過夜，一抗孵育也是過夜的，若封閉也過夜的話就要四天才看的到結果了。
解答：不同抗體，即使是同一公司的抗體，其最佳的抗體稀釋度也是不一樣的，需要你實驗摸索。我覺得轉膜過夜好像沒有必要吧，轉膜的目的也就是將蛋白轉到膜上就行啦，何必浪費時間呢。至於具體的轉膜時間，還要看你的目的蛋白分子量的大小；轉膜的設備，是半乾式，還是濕式。一抗當然可以過夜，如果你想所短WesternBlot時間的話，可以增高一抗的孵育溫度，我們實驗室一般37度，兩小時就足夠了；你可以參照抗體說明書。至於一抗和二抗得稀釋度，你可以一抗1：1500；二抗1：20000試試。另外建議你洗膜時，多洗幾次，最好是在封閉；一抗和二抗後至少是5x5min，跑一張好膜不容易，多盡點心吧，這樣不會浪費你的時間，只會節省你的時間！
V.免疫組化和WesternBlot可以用同一種抗體嗎？
解答：免疫組化時抗體識別的是未經變性處理的抗原決定簇（又稱表位），有些表位是線性的，而有的屬於構象型；線性表位不受蛋白變性的影響，天然蛋白和煮後的蛋白都含有；構象型表位由於受蛋白空間結構限制，煮後變性會消失。如果你所用的抗體識別的是蛋白上連續的幾個胺基酸，也就是線性表位，那么這種抗體可同時用於免疫組化和Western，而如果抗體識別構象形表位，則只能用於免疫組化。一般抗體說明書上都有註明此種抗體識別的胺基酸區間。（限於單抗）
W.WesternBlot中抗體的重複套用問題
解答：抗體工作溶液一般不主張儲存反覆使用，但是如抗體比較珍貴，可反覆使用2－3次。稀釋後應在2－3天內使用，4度保存，避免反覆凍融。
濾紙、膠和膜的問題
X-NC膜\PVDF膜\尼龍膜怎樣鑑別？
解答：尼龍膜是較理想的核酸固相支持物，有多種類型；硝酸纖維素膜是目前套用最廣的一種固相支持物，價格最便宜；PVDF膜介於二者之間。
就結合能力而言：尼龍膜結合DNA和RNA能力可達480－600μg/cm2，可結合短至10bp的核酸片段；硝酸纖維素膜結合DNA和RNA能力可達80－100μg/cm2，對於200bp的核酸片段結合能力不強；PVDF膜結合DNA和RNA能力可達125－300μg/cm2。
就韌性而言：尼龍膜較強；硝酸纖維素膜較脆，易破碎；PVDF膜較強。
就重複性而言：尼龍膜可反覆用於分子雜交，雜交後，探針分子可經鹼變性被洗脫下來；硝酸纖維素膜不能重複使用；PVDF膜可以重複使用。
Y.在做WesternBlot時，PBDF膜用甲醇浸泡的目的？
解答：PVDF膜用甲醇泡的目的是為了活化PVDF膜上面的正電基團，使它更容易跟帶負電的蛋白質結合，做小分子的蛋白轉移時多加甲醇也是這個目的。
Z.檢測磷酸化的JNK和非磷酸化的JNK可以在同一張膜上嗎？
解答：可以。
AA.轉膜後經麗春紅染色的條帶，為什麼大蛋白分子的一端（即點樣空的一側）的轉膜好象不是很好，為什麼？
解答：這是正常的，大分子的蛋白轉移的慢，你延長轉移時間和電流，大分子一端就會好的多，但是小分子的就有可能會變淡。
BB.我想問您裂解細胞用三去污裂解法，還是用上樣緩衝液？
解答：用上樣緩衝液，這樣有幾個好處，可以提取總蛋白，同時又可以讓磷酸化酶失活。
CC.採用tanksystem有什麼講究？
解答：建議低電壓，長時間，（一般tankSystem用衡壓好點），如28V14－16hrs。
DD.做HSPWESTEN定量，同樣的抗體免疫組化能做出，而WESTEN卻不能？
解答：這多半是抗體的問題，要看抗體的說明，是否能做WesternBlot和IHC。
EE.膜一般要如何處理？
解答：一般用甲醇泡泡就可以了。
FF.如果是6×8轉印膜，要加多少一抗？
解答：一抗的稀釋度是有說明的，根據你的一抗看看就知道了，但是那么大的膜孵育體積一般最少為3－5ml。
GG.上下槽緩衝液有何要求，怎樣才能達到最佳效果。
解答：無要求。
HH.跑電泳的時候配的膠總是“縮”是什麼原因呢？是有的成分不對嗎？
解答：沒什麼問題，就是你膠里的水分被蒸發了。過夜時拿保鮮膜包起來，在裡面加點水保持濕度就可以了。如果過夜，膠里的水分被蒸發，採用保鮮膜包上也可以；也可能母液（30%聚丙醯胺）有問題，你可以重新配製一份觀察；能夠替換的試劑，儘量換一下，選用好的試劑，避免找問題麻煩。脫色液中甲醇的含量太高也會造成膠縮。
II.膜、濾紙、膠大小有何講究？
解答：如果是用的是半乾轉，順序為：陰極－》濾紙－》膠－》膜－》濾紙。濾紙的長寬分別比膠小1－2mm，而膜的長寬分別比膠大1－2mm。絕對禁忌：上下兩層濾紙因為過大而相互接觸，這樣會短路，電流不會通過膠和濾紙。
JJ.蛋白質的分子量跨度很大，如要分離小21KD，中至66KD，大至170KD，可以一次做好嗎？
解答：這么廣的分布不好轉移，一般建議：21kd和66kd可以一起轉，12%SDS-PAge，濕轉36V，3－5hrs就可以了，可以根據你實驗室的經驗調節；170kd用7%SDS－page，48V10hrs－16hrs。
KK.不能很好地將大分子量蛋白轉移到膜上，轉移效率低怎么樣解決？
解答：可以考慮：轉移緩衝液中加入20%甲醇（是指終濃度）(最佳化的轉移緩衝液，可以參考《蛋白質技術手冊》)，因為甲醇可降低蛋白質洗脫效率，但可增加蛋白質和NC膜的結合能力，甲醇可以防止凝膠變形，甲醇對高分子量蛋白質可延長轉移時間；轉移緩衝液加入終濃度0.1%SDS，也是為了增加轉移效率；用優質的轉移膜，或使用小孔徑的NC膜（0.2微米）；使用戊二醛交聯；低濃度膠，如低至6%。太大時還可以考慮用瓊脂糖膠；提高轉移電壓/電流；增加轉移時間。
LL.如何選擇最合適的蛋白雜交膜？
解答：蛋白質印跡雜交是分子生物學實驗中極為常用的一門技術。選擇質量上層、合乎要求、方便適用的雜交膜是決定這項實驗成敗的重要環節。根據雜交方案、被轉移生物大分子的特性以及分子大小等等因素，我們要量體裁衣，從雜交膜的材質、孔徑和規格上都要做出合理的選擇。
硝酸纖維素膜：硝酸纖維素膜是蛋白印跡實驗的標準固相支持物。在低離子轉移緩衝液的環境下，大多數帶負電荷的蛋白質會與硝酸纖維素膜發生疏水作用而高親和力的結合在一起，雖然這其中的機制還不是十分清楚，但由於硝酸纖維素膜的這個特性，而且易於封閉非特異性結合，從而得到了廣泛的套用。在非離子型的去污劑作用下，結合的蛋白還可以被洗脫下來。根據被轉移的蛋白分子量大小，要選擇不同孔徑的硝酸纖維素膜。因為隨著膜孔徑的不斷減小，膜對低分子量蛋白的結合就越牢固。但是膜孔徑如果小於0.1mm，蛋白的轉移就很難進行了。因此，我們通常用0.45μm和0.2μm兩種規格的硝酸纖維素膜。大於20kD的蛋白就可以用0.45μm的膜，小於20kD的蛋白就要用0.2μm的膜了，如果用0.45μm的膜就會發生“Blowthroμgh”的現象。從膜的質地上來看，最重要的指標就是單位面積上能夠結合的蛋白的量。硝酸纖維素膜的結合能力主要與膜的硝酸纖維素的純度有關，市場上有些硝酸纖維素膜通常會還有大量的醋酸纖維素，因而降低了蛋白的結合量。S&S公司採用的是100%純度的硝酸纖維素，保證了最大的蛋白結合量，可達80-150μg/cm2。由於100%的純度，因而也大大減少了非特異性的結合，降低雜交背景，無需高嚴謹度的洗脫步驟。其次，膜的強度和韌性也是需要考慮的因素。常規的硝酸纖維素膜比較脆，漂洗一兩次就會破損，不能反覆使用。
PVDF轉移膜：PVDF是一種高強度、耐腐蝕的物質，通常是用來製造水管的。PVDF膜可以結合蛋白質，而且可以分離小片段的蛋白質，最初是將它用於蛋白質的序列測定，因為硝酸纖維素膜在Edman試劑中會降解，所以就尋找了PDVF作為替代品，雖然PDVF膜結合蛋白的效率沒有硝酸纖維素膜高，但由於它的穩定、耐腐蝕使它成為蛋白測序理想的用品，一直沿用至今。PVDF膜與硝酸纖維素膜一樣，可以進行各種染色和化學發光檢測，也有很廣的適用範圍。這種PVDF膜，靈敏度、解析度和蛋白親和力在精細工藝下比常規的膜都要高，非常適合於低分子量蛋白的檢測。但PVDF膜在使用之前必需用純甲醇進行浸泡飽和1-5秒鐘。
離子交換型轉移膜：硝酸纖維素和PVDF膜是靠疏水作用結合蛋白的，還有一類膜是根據離子交換的方式結合生物大分子的。由DEAE（二乙氨乙基）修飾的纖維素製成的DEAE陰離子交換膜同樣可以作為蛋白質印跡的固相支持物。DEAE可以有效的結合陰離子基團，包括那些高於其等電點的蛋白質。在pH10以下，DEAE基團都能帶電荷，在低離子強度的轉移液中結合蛋白分子。其最適的pH環境為5-7。DEAE膜可以用於蛋白多糖、病毒、酶以及血紅蛋白的研究。這種0.45μm孔徑的DEAE膜，除了可以做WesternBlotting外，還可以用於核酸結合研究。
還有一種離子交換型膜是羧甲基（CM）修飾的纖維素膜，它可以結合蛋白和多肽分子，以及其他的一些帶正電荷的樣品，最適結合pH範圍在4-7。結合的多肽分子可以從CM膜上洗脫下來，用於胺基酸系列分析或微測序。
Marker的相關疑問
MM.我用的是可視marker（BIO_RAD），但是電泳總跑不全8條帶，請問什麼原因？怎樣改善？膠用過8%，10%，12%，都是這樣。marker是新買的。
解答：一般來說，是小分子量Marker跑走了，增加膠濃度或減少電泳時間試試看。當然梯度膠也是不錯的選擇。
NN.用的是RochemolecularBiochemicals公司的由100kd，75kd，45kd，30kd，20kd，10kd組成的marker。開始做WesternBlot時還能夠看到marker，當然也僅能看見其中最多三條帶。用80V進行SDS-PAGE電泳，用恆壓10V45min轉印的。前幾次做WesternBlot時沒有進行麗春紅染色，但儘管用了此方法也僅能看到marker有一條大約是30KD的條帶出現。再就是把70KD和130KD兩個目的蛋白同時在一塊膠上進行分析，用培養基樣品進行分析，沒有用間接法，而是直接用融合蛋白C端的V5表位的酶聯抗體（Anti-V5-HRP）。但就是出不來結果，我很茫然。謝謝您過給予指點！
解答：1、“我用的是RochemolecularBiochemicals公司的由100kd，75kd，45kd，30kd，20kd，10kd組成的marker。開始做WesternBlot時還能夠看到marker，當然也僅能看見其中最多三條帶。”有的時候，PrestainedMarker放久了效果就會變差，電泳是條帶不清晰，擴散。但是你的問題可能還有其他的方面的問題，可能是蛋白跟膜結合的不緊密。轉移是多加點甲醇。
2、“前幾次做WesternBlot時沒有進行麗春紅染色，但儘管用了此方法也僅能看到marker有一條大約是30KD的條帶出現。”轉移時半乾法建議用恆流，你這樣的也就30kd-50kd的轉移地比較好。
是否檢測了表達量，二抗是否是好的，你做了陽性對照？你要做這么大的蛋白最好轉移時間延長到1.5hrs。
染色的選擇
OO.WesternBlot哪種染色好？
（2）膠體金，靈敏度高，檢測範圍可到pg級，但染色比穩定。
（3）生物素化靈敏度位於1、2之間，可用於任何一種膜。
參照的疑問
PP.是否WesternBlot實驗半定量一定要加ACTIN內參？
解答：對於發表文章的實驗最好加內參，實驗嚴謹。
QQ.用BANDSCAN分析結果行嗎？
解答：分析一般的結果沒問題。
RR.核內抗原WesternBlot內參選擇什麼合適？
解答：可以選用組蛋白，組蛋白在細胞核中的表達是很穩定的，有很多都可以當成內參，在網上查查就可以選出你要的內參。
SS.轉膜時採用電流是否比電壓準確，是否根據0.8mA/cm2，一般1小時左右？
解答：不是的，半乾法推薦用恆流，一般根據目的蛋白的大小來確定電流和時間。
TT.做半定量人卵巢癌細胞系的WesternBlot，內參B-actin，GAPDH，那個好？
解答：選用beta-actin就可以。
常見問題
UU.轉膜後的脫脂奶粉封閉時，所用的防沫劑A是什麼？還有Tris-HCl是不是就是用Tris和鹽酸配出來的呢？
解答：轉膜後的脫脂奶粉封閉液是5%的TBST脫脂奶粉。Tris－HCl就是Tris鹽用HCl調ph值，配置而成。
VV.準備做大鼠腦子的WesternBlot，蛋白質位於細胞核中，請問此蛋白質的提取液及操作方法是？每一步都必須要低溫嗎？這種蛋白質是磷酸化的蛋白質，操作時如何防止去磷酸化的發生？
解答：可以用提取總蛋白的buffer提核蛋白，可以加NaF防止去磷酸化。
WW.想問一下細胞裂解液選擇蛋白酶抑制劑時有什麼原則嗎？受不受組織來源的影響？胞膜和胞漿有區別嗎？
解答：一般來說提取時加入光譜的蛋白酶抑制劑就可以了，操作時保持低溫。除非有文獻特別指明用特殊的方法，一般來說都沒有區別。
XX.最近作了兩次WesternBlot，不但沒陽性結果，顯色背景都沒有，電泳和轉膜都染過，有條帶。底片和顯色液及DAB顯色液均試過，沒問題。1、檢測GAD--分子量67kd，提取液有蔗糖，其餘同三去污裂解液。蔗糖不會有影響把？樣本--20度放置一周內測。2、一抗放置2年，可能效價不高！用的是1:100。如果是一抗的原因，不會背景都沒有把？3、第一次有不均勻背景，因為一抗過夜時密封袋不均勻。後兩次無背景顯色。4、封閉液用的是含15%脫脂奶粉TBST，漂洗液用的是含1%BSA的TBST液，TWEEN-20為0.1%，不會是封閉液的問題吧？
解答：可以在下面幾個問題上找找原因。1.封閉液用5%Milk，漂洗液（washingbuffer用TBST）2.看看一抗是否能work，降到1：20。3.看看二抗是否有問題。
YY.加甲醇的目的是什麼？
解答：加甲醇起著一定的固定作用，因為小分子蛋白質容易轉出去.(特別是在硝酸纖維素膜上，因為NC膜結合蛋白質的能力較弱)。
ZZ.“轉膜後的脫脂奶粉封閉液是5%的TBST脫脂奶粉”，其中TBST最後那個T是Tween嗎，濃度多大？
解答：是Tween，配方如下:Tris-BufferedSalineTween-20(TBST),Dissolve8.8gofNaCl，0.2gofKCl，and3gofTrisbasein800mlofdistilledH2O,Add500ulofTween-20,AdjustthepHto7.4withHCl,AdddistilledH2Oto1L,Sterilizebyautoclaving.
AAA.封閉，一抗，二抗時的溫度有沒有什麼規定呢，比如現在我就在室溫里做，或者要在4度下?
解答：均可在室溫進行，如果時間不夠，一抗孵育可以先在室溫進行一個小時，然後4度過夜。
BBB.實驗室暫無NP40我用sds可以嗎？另外有過用尿素和硫脲提取膜蛋白嗎？配方如下：7M尿素，2M硫脲，Triton-x-1000.2ml，新鮮加入：65mMDTT
蛋白酶抑制劑：試劑盒HaltTMProteaseinhibitorcocktailkit1%(v/v)
是用於抽提雙向電泳用蛋白的配方。不止用於抽提細胞全蛋白（主要是想得到其中的膜蛋白）是否可行？
改良的RIPA裂解緩衝液(Tris.HCl，50mmol/L，pH7.5;NaCl，150mmol/L;NP-40，1%;脫氧膽酸鈉，0.5%;SDS，0.1%;EDTA，1mmol/L;PMSF，1mmol/L;Leupeptin，2μg/ml)不知對於膜蛋白效果如何？此外該方中的EDTA，是否用做蛋白酶抑制劑？
解答：做2－D絕對不推薦使用NP－40（因為即使進口的NP－40也不純，，其中的雜質會影響質譜結果）。對於動物細胞，其蛋白酶活性較弱（相對於組織和大腸桿菌等），可以不使用cocktail，因為7M尿素+2M硫脲+4%CHAPS構成的變性環境已經足以抑制大部分蛋白酶的活性，2M硫脲+4%CHAPS對於抽提膜蛋白有很大的幫助，不過如果您專職做膜蛋白建議採用分級抽提法。此外還可以採用梯度離心法和一些基於去垢劑的方法。EDTA用於滅活金屬蛋白酶（主要是其鏊合作用）。加過多的蛋白酶抑制劑可以導致蛋白質的修飾，做WB無所謂，做MAILDI時會給正確鑑定帶來麻煩。裂解緩衝液中少了兩性電解質(在2-D裂解緩衝液中，兩性電解質起的作用：提供連續的PH梯度，從很大程度上增加蛋白質的溶解性;還可以去除一部分核酸)；也不推薦採用SDS，因SDS會與蛋白質結合導致其等電點發生改變，如果您實在要用，終濃度降到0.1%以下。
CCC.WesternStrippingBuffer的配方
解答：METHOD1
1、strippingbuffer:62.5mmol/lTrisPH6.7；100mmol/lbeta-mercaptoethanol；2%SDS
二次發光protocol:1.strippingbuffer洗膜：50度水浴30分鐘，搖床上搖10-20分鐘。
2、1*PBST洗：搖床上搖30分鐘。
3、封閉，加一抗，二抗（同第一次發光）
METHOD2
（50ml總量）：?-mercaptoethanol342μl；20%SDS5ml；Tris-ClpH6.73.125ml；加ddH2O至50ml。
方法：將用過的膜浸入strippingbuffer中，置50℃水浴箱中30min，間斷振搖。之後用TTBS洗3*5min就好。此時你已經可以按新的轉移好的膜來再次使用了。
該方法的優點：省事，省力，省錢，符合國際慣例。
METHOD3
1、beta-metaptoethanol35ul
2、10%SDS1ml
3、tris(0.5M，pH6.7)625ul
4、dH2O3.34ml
50-55℃，30min。
METHOD4
strippingbuffer應該是可以放置很久的。不過我習慣於現配——畢竟，加了β-mercaptoethanol以後太難聞了，配了就用；而且，有了現成的Tris-HCl緩衝液和SDS的母液，現配還是很方便的。每次用量5ml少了點，我每次用50ml。
METHOD5
0.5MNaCl，0.5MHAc；室溫搖床15min。
METHOD6
將用過的膜泡在1*TBS中室溫振搖過夜，中間可以換液2-3次，然後封閉，加一抗，二抗（同第一次發光），實踐證明方法完全可行。
不管用那種方法，洗脫後都要用PBS或TBS再洗幾次。
條件的摸索
DDD.用的是SantaCruz的抗體，也實驗過一抗和二抗肯定能結合，二抗加DAB肯定能顯色。電泳的膠用考馬斯亮藍染色沒問題，但是不知道與Marker對應的條帶是否是我要的（我目的蛋白的分子量分別是55KD、29KD）。半乾法2小時轉膜後，麗春紅染色發現大分子量蛋白轉過去的較少。難道是裂解液出了問題？我用的是三去污劑，但沒加疊氮鈉和大概叫Apoptin的那種蛋白酶抑制劑。冰上裂解-80度凍存的細胞，4度12000g離心5分鐘，取上清，與分子克隆（第二版）上的加樣buffer混合，沸水變性5分鐘，上樣。不知道是哪裡出了問題？
解答：建議：1、首先確定您提的蛋白質量如何？可用PIERCE公司的BCA試劑盒測蛋白的濃度，一般來講，其濃度應該在幾-20微克/微升。
2、若是蛋白沒問題，哪就看是不是電泳的問題，首先要看膠的濃度，您目的蛋白的分子量分別是55KD、29KD，建議分別用10%和12%的膠。60-80V，1小時左右。跑過積層膠與分離膠的線時，換用100V，3-4小時。
3、轉膜，建議恆壓，15V，不用轉2小時，45分鐘足以。您所說的大蛋白轉過去的，並不是真正的少，而是因為在提的蛋白中大蛋白本身就很少。我曾經也轉過2小時，但和45分鐘的區別並不大。
4、根據MARKER的條帶（我的是7條帶：14、18、25、35、45、66、116KD），您根據MARKER的條帶剪下25與35之間（29KD）的條帶，45-66之間（50KD）的條帶。這樣第一，可以節省抗體，第二，您要的目的條帶肯定在上面。
5、延長1抗、2抗孵育時間（我曾室溫1小時，4度過夜），適當加大1抗濃度。
6、我買的也是SantaCruz的抗體，我覺得質量還可以，我想您應該先找其他方面的原因。
EEE.電泳用的是恆流，一塊膠，20mA，100分鐘左右。轉膜也是恆流，38mA，100分鐘。而且我用別人的細胞和一抗在我的整個反應體系下做出來了，當然彼此的目的蛋白不同。所以，我想問題應該出在抗原和一抗上，不知對不對。
FFF.BIO-RAD的半乾轉運系統有一個很致命的弱點就是無法控溫（我用的就是這種），當電流過高，而系統的散熱又比較差，濾紙的吸水性比較差的情況下，就很容易燒膠。
就轉膜時，是採取恆壓還是恆流的問題，我想和大家探討一下，我感覺我這個系統用恆流很容易燒膠，我的膠有68cm2，用50mA恆流來轉膜，剛開始電壓就很高，有20v左右，而用恆壓，開始電流有110mA，但15min後，電流就降到8OmA，30min後就穩定在40mA，不就相當於恆流嗎？
解答：恆流時電壓逐漸升高的原因是濕濾紙逐漸變乾因而電阻逐漸增大的緣故，如果電壓升得太快，可以使濾紙更濕一些以克服。就我的感覺，20V的電流30min以後20Kd以下的分子丟失很多，不過我用的是小膠40cm2，不知有無不同。
GGG.我想儘量提高轉膜的效率（我的實驗要求轉到膜上的蛋白越多越好，不管是什麼大小蛋白）不知道有那些辦法？
解答：不管怎么轉都會存在蛋白轉移不完全（電壓過小時間過短）或過度轉移（電壓過大時間過長）的問題，魚（小分子量蛋白）和熊掌（大分子量蛋白）不可得兼呵呵。建議把膠切成兩半，比如以35KD為界，分別進行轉膜，下半時間短，上半時間長一點，應該會好一些。
HHH.請問一下PVDF膜和硝酸膜結合蛋白的原理是什麼？
解答：一般而言，硝酸纖維素膜是通過疏水作用來和蛋白質相聯，這樣的話，反覆洗幾次後，蛋白容易掉下來，結果較差。尼龍膜主要通過它膜上的正電荷和蛋白接合（註：常用的PVDF即帶正電荷的尼龍膜），同時也有疏水作用，但相對較弱。這樣的話，PVDF膜和蛋白接合較牢，不易脫落，結果較好。
III.1、煮好後的樣品，若沒有及時上樣分離，應如何保存，可以保存多久？2、有沒有人在用bio-rad的小型垂直電泳槽，有沒有操作手冊？3、濕式轉移時是否必須要用bio-rad的專用濾紙？4、恆壓轉移的條件如何確定，因為我要分離小至21KD，中至66KD，大致170KD的蛋白質，轉移條件能夠相同嗎？5、凝膠的濃度是不是可以用一個濃度？書上寫不同的凝膠濃度分離的分子量範圍不同，還給出了一個線形範圍，是不是不在這個範圍內也能分離，只是就不是線性範圍了？
解答：1、煮好後的樣品，放到-20，我們在一個月後此樣品，效果一樣。
2、bio-rad的小型垂直電泳槽的操作手冊在他們的主頁Bio-RadUSA上有。
3、轉移時一般的WATERMEN濾紙就可以。
4、轉移條件是和蛋白質大小有關的：以次確定電壓和時間。具體可讓ptglab幫你定奪。
5、凝膠的濃度也是和分離蛋白質大小有關。不是隨心所欲選的，否則分離效果可能不是你所期望的。
JJJ.怎樣設計實驗來確定最佳的條件？
解答：隨便說一點，具體的還是需要自己想：
1、在每個上樣孔里上同樣的蛋白樣品，量也一樣，最好是組織樣，（也可以跑1個大well，不插梳子，多上樣，）SDS-page；
2、轉移，設定電流或電壓；
3、每隔1（orn）小時，取一點膜染色，看轉移效果。
KKK.我要測兩種抗體，一種為磷酸化的目的蛋白，一種為總的目的蛋白，不知道用什麼方法strip最好，我用甘氨酸（PH2.9）漂洗15分鐘，似乎沒什麼效果？
解答：你可以加巰基乙醇（loadingbuffer一樣的濃度），56度，30mins，看看。
LLL.1、在用PBS洗滌抗原-抗體-ProteinA-Agarose複合物時，每次要重懸多長時間合適？2、最後用2xSDS重懸抗原-抗體複合物離心後，由於2XSDS中已經加入了溴芬蘭，因此下面的Agarose珠子幾乎看不到，所以吸取上清加樣時也不知道裡面是否吸進了Agarose。不知有什麼方法可以解決這個問題，或者即使吸進了一些Agarose也不要緊呢？
解答：1、不用重懸多久，重懸起來了就可以離心了。
2、加2XBUFFER前大體上已經知道有多少膠粒了，吸到那個位置時小心點就是了。我也試過一些次，首先離心稍微長一點，長20秒吧，希望膠粒能沉得結實點（我想像的），再吸取。如果感覺槍頭不是很順暢的時候可能就是碰到膠粒了。很難一點膠粒也吸取不上來的，盡力做好就是了。
MMM.磷酸化抗體的檢測樣本製備時是否一定要加NaF等？
解答：NaF是一種廣譜磷酸化酶的抑制劑，一般最好加。但是不加也可以，大部分時候是不用加的。我做的時候從未加過，都做出來了。
NNN.WesternBlot中block的最短時間?
解答：每一步1小時足夠了，中間換抗體要洗的話多換液幾次，每次時間10分鐘就夠，洗3次只要半小時。跑膠1小時，轉移1小時，block半小時就行，1抗1小時，洗半小時，2抗1小時，洗半小時，顯色10分鐘。一般跑兩塊膠，一塊染色，一塊western。一天肯定完事，一般不用等到第二天。
OOO.想用Western檢測基因轉染後細胞培養上清中表達的目的蛋白（定性），分子量為20KD，濃度約為幾百ng/ml。蛋白樣品需濃縮、純化嗎？如何濃縮、純化上清液中的目的蛋白？對小分子蛋白Westernblot時需特別注意哪些條件？
解答：按照你提供的濃度，如果做WesternBlot，是不用濃縮樣品的.對於20kd的小分子的蛋白，WesternBlot中要注意的是：
1、轉移時的時間，
2、轉移時的電流或電壓.
3、transferbuffer中加20%的甲醇.
4、可以用13-15%的分離膠.
PPP.蛋白分子量大小分別為21kd、28kd，用的是濕轉，請問多大電流，多長時間比較合適？
解答：分子量比較小，最好是用乾轉，濕轉效率太高，易轉過了。乾轉的話，用2.5A/cm2，30min就應該夠了。濕轉，按照bio-rad的說明，用100mA，也得要半個多小時吧。
QQQ.需要測同一種蛋白質的總量與磷酸化的量，但相互間干擾太大，怎么辦？
解答：將膜放入strippingbuffer（SDS2%，Tris·Cl(PH=6.7)62.5mM，beta-巰基乙醇100mM）中，50℃孵育30分鐘，TTBS西三次，再重新加入一抗，進行另一種抗原的檢測。
RRR.做WesternBlot實驗時，發現轉膜時的電流總是偏小，轉膜的效率也偏低.100V恆壓轉膜時的電流只有190mA左右，而以前都有250mA。體系和條件都和以前一樣，只是環境溫度比以前低了很多。
解答：有可能重複使用了轉移緩衝液，隨著離子的逐漸減少，電阻越來越大，當然恆壓時電流越來越小了。建議更換轉移緩衝液。反覆使用不要超過三次。環境溫度低是有利於轉移的。
SSS.我電泳用的是恆流，一塊膠，20mA，100分鐘左右。轉膜也是恆流，38mA，100分鐘。而且我用別人的細胞和一抗在我的整個反應體系下做出來了，當然彼此的目的蛋白不同。所以，我想問題應該出在抗原和一抗上，不知對不對。一抗我買的是單抗，推薦的稀釋度是1：100——1：1000。我用的是1：100。難道非要用多抗嗎？按道理單抗也應該出條帶呀！細胞用三去污劑裂解的，沒有做定量，加巰基乙醇變性後，每孔上樣20微升。提出的蛋白我保存在4度了，這樣行嗎？
解答：1、建議您用恆壓進行電泳，先用70V，等跑過積層膠與分離膠的界限時，換用90-100V，再跑3小時左右。2、轉膜可用恆流，但要根據你的膜的面積及所要檢測的蛋白的分子量的大小來確定電流的大小，一般來講，0.8-3.0mA/CM2，分子量大的蛋白就用的電流大些，譬如，你膜的面積是30CM2，蛋白的分子量是80KD，那么你就可以以2.0mA/CM2的條件進行，你就可以60mA的電流進行。3、我覺得你的抗體應該沒問題。4、你提出的蛋白怎么保存在4度呢？我們實驗事都是保存在-20度的，提出蛋白分裝保存在-20度。
TTT.目的蛋白是一種6KD的分泌性蛋白，RT－PCR就顯示細胞中mRNA表達不高，估計將培養上清凍乾濃縮後採用WesternBlot還可能檢測不出，但如果用western，是否一定要用0.2μm的膜？用Tris-tricineSDS－PAGE電泳，電泳時分別管制三層凝膠，分離膠用40%T丙稀醯胺（2.6%C）濃度為16.5%，另外兩層都用30%丙稀醯胺，中間一層濃度為10%，積層膠濃度為4%，凝膠厚度1mm，轉膜的條件試過30V70分鐘，膜上可見到小分子蛋白marker的條帶，似乎見到目的條帶，上樣量為60μg細胞胞漿總蛋白，轉膜的條件怎么樣合適？
解答：一定要用0.2μm的膜，並且轉移的條件要摸索一下，小分子的Western不好做，要根據你的實驗器材來定，一般你要是有prestainedmarker就可以參照一下，如果相應的分子量大小的marker轉移的好就可以了。
UUU.怎樣才能把膠跑的非常漂亮，泳道和band都能很直，是不是上樣的量很重要，罐膠有什麼技巧嗎？想跑漂亮，是不是應該先小電壓，再高電壓，總體上電壓小些會跑的好些?還有前面有人說電泳液平玻璃板會使電泳條帶漂亮些?
解答：影響跑膠跑的質量，有以下幾個因素：1、電壓，小的電壓會使膠的分子篩效應得到充分發揮。電壓越小，條帶越漂亮，濃縮膠80v，分離膠100v就能跑得很好。2、膠的均勻度，膠越均勻，條帶越窄，分離越均勻。倒膠之前，一定要充分混勻，玻璃板一定要乾淨，雙蒸水隔離時，一定要比較輕地加上去，避免稀釋上層的分離膠，使膠不均勻。
VVV.為什麼提高大分子量蛋白的轉移的時候，小分子量蛋白會丟失一些哪?什麼原因?
解答：小分子的蛋白在轉移過程中，會透過膜去，所以大分子的上去以後，有一部分小分子的就透過去了。
原因分析及準備改進：轉染大容量的質粒(融合蛋白的質粒)的效率會相對較低，大分子量表達也會相對較低，加上大分子量蛋白的轉移不完全，可能是我沒有拿到大分子量條帶結果的原因。另外背景稍微有一些髒(背景整體均勻一致)，估計是二抗的濃度高了些，準備降至1:5000，另外抗體稀釋液準備改用5%奶粉TTBS，封閉改為室溫2小時。這個過程有沒有問題？
解答：首先分析你的整個實驗步驟。我發現了兩個比較大的毛病：
1、一抗用TBST稀釋。按照我的理解，一抗最好用5%的TBST脫脂牛奶稀釋，和你的封閉液相一致，這樣可以降低背景。
2、“biorad半乾轉PDVF膜，15v轉30分鐘”，你是這么做的嗎？因為我大部分時間是做的恆流轉移，用的是0.1mA/膜，100kd--200kd轉2小時。到最後電壓會升到20v左右。你用恆壓法，我不是很肯定你轉30分鐘能將大分子（160kd）的抗原轉上去。我建議你最好能將時間延長，如果是恆流，可按我的做法；如果是恆壓，可摸索一下，適當延長時間。有時候你的marker也有可能欺騙你，因為marker的量比較大，是很容易轉上去的，實際上目標蛋白的量遠遠少於marker量。
我對你的結果分析如下：
1、你的結果很好，估計離目標不遠了，很快就可以成功。
2、沒有160kd的帶是因為你的轉移時間過短，適當延長轉移時間（我懷疑這是主要的問題）。
3、你的一抗用1：10，2抗可以降到1：5000，背景會低一點。
方法的介紹
XXX.我想將hbx轉到hepg2細胞里通過檢測hbx蛋白的水平來檢驗轉染的效率不知道可不可行？
解答：WesternBlot檢測HBX蛋白的表達來檢測轉染效率不是一個好辦法，建議還是：
1、最好是帶有螢光標籤的HBX轉染來看轉染效率，最可靠
2、其次，HBX和螢光載體共轉染，相對說明問題
3、螢光載體單獨轉染，主要是看細胞好不好轉了呵呵
轉染效率高低螢光顯微鏡下一目了然了。有的細胞螢光強，有的細胞螢光弱，有的沒有。所以HBX表達強很可能是少數細胞螢光強的結果，不代表轉染效率。
YYY.半乾法轉移與膠的面積和蛋白分子兩大小好像都有關係，那么濕法轉移是不是所有的轉移條件都一樣呢？一般的條件是怎樣的？
解答：半乾轉的電流大小是按照面積來算的，時間是根據蛋白分子大小定的；而濕轉的話電流是恆定的，時間也是根據分子量而定。
ZZZ.轉膜時何為濕法，何為半乾法？
解答：半乾法和濕法轉移是兩種不同的轉移裝置下的轉移系統，將膜，膠，濾紙整個浸泡在buffer的Tank里轉移的，叫濕法；用濾紙吸buffer來做轉移體系的叫半乾法。
AAAA.為什麼濃縮膠和分離膠的電壓不一致？同樣的電壓可以嗎？
解答：濃縮膠的目的使得loading的樣品能夠在同一條水平線上進入分離膠，如果電壓太大前端的蛋白容易在後面的蛋白趕上來前進入分離膠。而在分離是理論上（實際上也是）小電壓長時間分離的效果會更好，但是在操作過程中沒有必要等那么長的時間，所以就用大電壓快點跑。
BBBB.如果目的蛋白比較小，21和38kd，轉膜時（Biorad的濕轉儀）時間是否能縮短些？100伏電壓，甲醇的量是否也可以相應增加？
解答：如果是小蛋白可以用小電壓28V－36V，4－6hours，（4度）。甲醇10%－20%就可以了。
結果分析
CCCC.條帶有時清晰，有時很散，不知為何？
解答：可能原因：樣品可能存在降解；轉膜不及時造成擴散；轉移緩衝液甲醇濃度（NC膜可加到20%，PVDF加到15%）。
DDDD.顯色目的條帶又細又淺，靶蛋白是27KD的bcl-xl和67KD的c-myc，應該是高表達。每個涌道上50-70μg蛋白，開始用半乾轉移，後來用濕轉14v，16h，用PVDF膜轉移。膠轉移後染色檢測，發現小分子量的基本轉移走了，可是為什麼條帶老是不粗不濃呢?
解答：可能跟你的一抗有關係，還有應該高表達，那實際做的陽性對照是否是高表達；還有跟抗原量相關，你多上點蛋白會好的多；跟顯色條件相關。
EEEE.背景很花，當然條帶也很淡，如果我在顯影液中多洗一會兒，背景就很深，以致無法辨認，但有時條帶又很明顯，背底很淡。
解答：這跟你washing的時間和強度有關，很可能你在這方面沒有掌握好。顯影時間是有範圍的，久了肯定不行。
FFFF.純化過的目的帶包括其上下都出現了色帶，而且對照菌也出現了條帶，會是什麼原因?
解答：一抗有問題，效價太低，且未純化；表達量太低；提蛋白時可能出了問題。
GGGG.做WesternBlot的檢測的時候，用DAB顯色還能看出條帶，但是換成ECL的時候什麼樣結果都沒有。我用的NOVA公司的發光底物，膠片是普通的X片，定影液和顯影液都是別人留下來的，不知道是什麼原因？
解答：一般的說，Ecl比DAB更靈敏，但是DAB是HRP最敏感的底物，所以有幾種可能：
ECL底物失活了，你可以檢測一下；敏感度正好不到ECl底物的範圍。DAB能顯色可不能催化ECL底物；顯影液沒用了。
HHHH.怎樣分析結果，需要什麼軟體?
解答：如果你做定量或辦定量，至少要用到一個光密度掃描分析軟體，如果不是，直接分析就可以了。
IIII.積層膠、分離膠一般多少左右合適？
解答：一般電泳是積層膠60-80v，分離膠100v。
JJJJ.採用生物素標記的二抗－SABC-DAB檢測系統做western，非特異性的條帶和背景高？總蛋白考染的時候發現接近積層膠的條帶比較清楚，條帶也很窄，可是越靠下面的條帶越來越寬，有的跑得都連在一起了，這是什麼原因，如何解決？sds－page的時候恆壓和恆流哪個好？
解答：非特異性的條帶和背景高：可能性太多了，一抗，二抗，封閉的原因都可能。
總蛋白考染的時候發現接近積層膠的條帶比較清楚，條帶也很窄，可是越靠下面的條帶越來越寬，有的跑得都連在一起了，這是什麼原因，如何解決？正常的，另外，是否是你的積層膠有問題。sds－page的時候，恆壓和恆流都可以用。
KKKK.血清樣品進行WesternBlot分析，目的蛋白21kD，結果顯色出來後，目的條帶很淡，而白蛋白和IgG條帶很濃？
LLLL.Western轉膜已經成功了，但是Marker泳道未見蛋白條帶（正常應該有6條），其餘各泳道均有清晰的蛋白條帶，經考馬斯亮藍染膠，結果相同。經5%的脫脂牛奶封閉1小時45分鐘後，進行一抗孵育（1：200，建議起始濃度）過夜，二抗孵育5個半小時（1：2000），均在室溫下，DAB顯色，雖出現蛋白條帶，但較弱，且出現非特異性條帶。請問：1、Marker是MBI公司的，可分離14-116KD的蛋白，買了大概有一年的時間，是否有問題？2、一抗（為多克隆抗體）、二抗的濃度及孵育的時間是否合適？
3、封閉的時間是否太短？
解答：1.marker有可能被降解了，也有可能是它標稱的上樣量太少，不夠，我做過一個標稱每次5ul可我上了20ul才行的。
2.建議，一抗4度過夜也很好，建議1:100，室溫2hrs就夠了，
3.二抗室溫1小時，1:2000，我喜歡4度封閉過夜（室溫2hr就夠了），1抗室溫1hr，2抗室溫1hr，最好是一抗4度過夜（或室溫2小時）1:200，2抗室溫1小時1:2000，換ECL法。
